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1、阿尔茨海默病中的淀粉样蛋白毒性摘要:阿尔茨海默病(AD)的一个主要病理特征是由淀粉样蛋白- (A)肽聚集形成的斑块。尽管这些斑块可能具有有害性质，但有大量证据表明可溶性A寡聚物是主要的有害形式。A o - ligomers可在细胞外和细胞内产生。a 对神经元有多种毒性。它可以导致孔的形成，导致离子的泄漏，细胞钙平衡的破坏，和膜电位的损失。它可以促进细胞凋亡，导致突触丢失，并破坏细胞骨架。目前对AD的治疗是有限的和姑息性的。许多研究和努力致力于减少A的产生，以减缓或防止AD的发展。A的形成是由人淀粉样前体蛋白(APP)的淀粉样分裂引起的。通过减少APP或抑制将前体蛋白转化为淀粉样蛋白的酶，可以重
2、新配置这一过程以减少淀粉样蛋白的生成。关键词:淀粉样蛋白寡聚物;载脂蛋白E;线粒体;氧化应激;突触。介绍阿尔茨海默病(AD)是一种慢性神经退行性疾病，是老年人认知和功能逐渐衰退的最常见原因，占所有痴呆症的60-80% (Barnes and Yaffe, 2011)。随着老年人口的增长，预计AD患者人数将迅速增加。由于缺乏有效的治疗手段，生活质量受到的影响更大。AD患者的大脑表现为大量神经元缺失导致的皮质萎缩。淀粉样蛋白- (A)肽被认为是老年斑的主要成分，作为AD进展中神经元和突触功能障碍的关键因素。在其破坏作用中，A破坏突触可塑性，抑制海马长期电位增强(LTP;一种突触可塑性的形式，被认为
3、是学习和记忆的基础)，并诱导活性氧(ROS;Lustbader等人，2004年;Malenka and Bear, 2004;Chang等人，2006)。这篇综述集中在我们迅速发展的知识淀粉样神经毒性的各个方面的状态。淀粉样蛋白种类，细胞定位，与通道，受体和突触的相互作用都被考虑。我们考虑了载脂蛋白和淀粉样蛋白之间的相互作用以及小胶质细胞在淀粉样蛋白清除中的作用。毒性淀粉样蛋白:寡聚物或成熟淀粉样蛋白原纤维a 肽在脑内的聚集和积累是AD的病理特征。淀粉样蛋白单体来源于较大的淀粉样前体蛋白(APP)，它存在于包括神经元在内的许多细胞的表面。在A形成的途径中，APP经过-分泌酶、-位点APP切割酶
4、1 (BACE1)和-分泌酶的水解形成A片段(rosner et al.， 2006;大脑中有两种主要的A: A42和A40。虽然A40的可溶性含量是A42的数倍，但A42是淀粉样斑块的主要成分(Jan et al.， 2008)。fibrillogenesis的过程开始于淀粉样蛋白单体组合形成不同的寡聚物种进一步聚集,形成短,灵活的、不规则的原纤丝最终成熟,拉长成不溶性纤维的特点是一个重复的子结构的链面向垂直纤维轴。一旦A聚集在细胞外形成原纤维，它变得抵抗蛋白水解分裂。a 单体存在于各种构象的动态平衡中，片形式能够聚集成低聚体和更高结构。最初，A40，或更容易聚集的A42，错误折叠，然后与其
5、他单体聚集，形成不稳定的可溶性A寡聚体(Walsh和Selkoe, 2007)。淀粉样寡聚体是形成成熟原纤维的中间步骤。一个低聚物一个单体分泌酶乳沟细胞外CCCC分裂CCCCCCCC CC细胞内的分泌酶复杂应用程序BACE-1脂筏图1:脂筏中APP加工和淀粉样蛋白形成的示意图。当被-分泌酶切割时，APP产生非淀粉样变产物。BACE1和-分泌酶的顺序切割主要产生a 40蛋白片段，但-分泌酶不太精确，可以在多个位点进行切割，产生一个稍长形式的a 42, 5-10%的时间。这两种物质都易于错误折叠和聚集，产生寡聚物，但A42更具纤维性。低聚物聚集形成原纤维和原纤维，形成斑块。寡聚物和原纤维之间可能存
6、在一种平衡，其中原纤维可作为寡聚物的来源，导致有害的影响。淀粉样蛋白的形成过程发生在脂筏上，膜双分子层中含有明显的标记物，增加的胆固醇、鞘脂、糖脂等。APP分布在脂质和非脂质筏膜区域之间，而BACE1和分泌酶亚基都经历了翻译后的s -棕榈酰化，这将它们靶向到脂质筏微域。高细胞内胆固醇(C)增加APP、-和-分泌酶进入脂筏的分配。电子显微镜显示，足以形成原纤维的A肽的最小部分是14-23个十肽，而17-21个残基参与-薄片的形成(Tjernberg et al.， 1999;Bu等人，2007)。淀粉样原纤维在细胞外斑块中积累和沉积，是AD的标志。纤维和低聚淀粉样蛋白的相对毒性是一个有争议的领域
7、。最具破坏性的可溶性淀粉样蛋白(二聚体、三聚体或更大)的大小是一个活跃的研究领域(Bao等人，2012)。研究表明，每个物种都有一定的毒性，尽管淀粉样蛋白寡聚物的毒性更大已经形成了越来越多的共识(Cleary等人，2005)。然而，在研究界，关于主要类型的淀粉样蛋白是有毒的仍存在一些分歧。在此，我们将总结淀粉样蛋白在人类和动物系统的物理构象毒性的研究。虽然在生理浓度下单体A似乎无毒，但多项证据表明，低分子量寡聚物而非纤维是AD的主要神经毒性药物(Glabe, 2008)。由A肽形成的寡聚物可能是最有害的，因为它们与细胞膜相互作用，破坏细胞膜的完整性(Stefani, 2010)。Stphan等
8、人(2001)将淀粉样肽注入大鼠背侧齿状回，发现只有当淀粉样蛋白聚集时，突触传递、认知能力下降和细胞死亡才会出现显著障碍。A多肽的毒性与其聚集倾向密切相关。单体A对细胞无害(Giuffrida et al.2009)。在老龄恒河猴的大脑中显微注射a 纤维被发现会导致神经元细胞的大量丧失和注射部位小胶质细胞的激活(Geula et al.， 1998)。在一项灵长类大脑病理学的研究中，在老年恒河猴和AD患者及非AD患者的大脑皮层纤维斑附近观察到神经元和轴突缺失(Shah等人，2010)。弥漫性、非纤维性斑块与神经元丧失无关。尽管文献表明纤维淀粉样蛋白具有细胞毒性特性，但大量研究表明，纤维负荷与认
9、知能力下降和神经元死亡没有直接关联(Benilova et al.， 2012)。阿尔茨海默病的病情严重程度是相关的可溶性但不聚集的A (McLean et al.， 1999;Nslund等，2000)。这一发现将研究的重点转移到非纤维状淀粉样蛋白上。有证据表明，低聚淀粉样蛋白(成熟纤维状淀粉样蛋白形成的可溶性中间阶段)是毒性的主要来源(Kayed等人，2003年)。从人AD脑中提取的高分子量可溶性A注射到小鼠脑内相对不活跃，但当解离成低分子量物种(约8-70 kDa)时，A成为细胞毒性(Yang et al.， 2017)。较大可溶性寡聚体的失稳可能促进AD的发生。大的不溶性沉积物也可以作
10、为生物活性寡聚物的储层或使其惰性的隔离机制(Caughey和Lansbury, 2003;Shahnawaz和Soto, 2012)。低聚物毒性的一个潜在解释集中在暴露在纤维淀粉样蛋白中隐藏的疏水氨基酸上。暴露的氨基酸，特别是赖氨酸和精氨酸，可能负责与细胞的静电和疏水相互作用，这些相互作用可以通过覆盖或修饰这些氨基酸来减少(Yoshiike等人，2007)。有人提出，聚集的淀粉样蛋白可能具有神经保护作用，因为它隔离了这些寡聚物，使细胞免受这些氨基酸的影响(Sakono和Zako, 2010)。另一种可能是由纤维淀粉样蛋白引起的毒性作用是由于注射到模型生物体的纤维中寡聚物的脱落。因此，可能是低聚
11、物而不是原纤维引起毒性(Tipping et al.， 2015)。一项研究比较了体内注入大鼠左侧脑室的纤维蛋白和淀粉样寡聚体的作用，发现两者都导致了空间学习和记忆能力的下降，但接受寡聚体的大鼠受损的严重程度更大(He et al.， 2012)。同时，给予低聚物的大鼠表现出更多的神经退行性变和更强的炎症反应，表现为海马toll样受体4和肿瘤坏死因子- (TNF-)的激活。将A寡聚体注射到成年食蟹猴大脑的侧脑室，导致内嗅皮质、海马(齿状回)、纹状体和杏仁核的积累，从而诱导磷酸化、小胶质细胞激活和突触丧失。没有检测到A的聚集(Walsh et al.， 2005;Forny-Germano等人，
12、2014)。这支持了在AD中寡聚体比原纤维的重要性，在具有大大脑、能够执行复杂行为的灵长类模型中。此时，虽然寡聚物似乎是最直接的毒性，但各有潜在的相对损害物种需要进一步研究，特别是考虑到从一种形式转变为另一种形式的不确定性。对神经元的淀粉样细胞毒性细胞膜淀粉样蛋白主要位于脂筏上，脂筏是细胞膜上特殊的脂质组成的微域(主要由鞘脂和胆固醇组成)，这些细胞膜不易被非离子洗涤剂溶解(Brown和London, 2000)。APP的淀粉样化过程发生在脂筏中，因为关键酶BACE1和-分泌酶与APP的储层一起位于这些微域中(Ehehalt等人，2003;图1)。这些筏内特定的脂质条件可以加速APP的加工过程，
13、产生更多的淀粉样蛋白，增强聚集和细胞膜相互作用(Hattori等人，2006)。淀粉样原纤维主要聚集在神经元和神经胶质细胞周围的细胞外间隙中。脂质膜可作为A纤维聚集物加速组装的成核位点(Matsuzaki, 2007)。有人提出淀粉样蛋白通过膜相互作用引起毒性作用(Butterfield和Lashuel, 2010)。毒性机制可能包括膜通道或孔隙的诱导、钙通道(如n -甲基- d -天冬氨酸(NMDA)的激活、膜变薄和/或膜不稳定。APP和淀粉样单体和寡聚物可能表现出洗涤剂性质，通过去除脂质分子来破坏膜的稳定性(Sheikh et al.， 2012;Gunn等人，2016;图2)。淀粉样蛋白
14、毒性的一个公认的机制是淀粉样肽破坏离子稳态，导致Ca2+内流失控，从而升高细胞质Ca2+。由于处于休息状态的健康神经元在细胞外间隙和细胞质之间保持着一个很大的Ca2+梯度，这种梯度的丧失具有高度的破坏性，并可能导致囊泡传递素储存的耗尽(Parodi等人，2010;通道假说解释了Ca2+内流是由外疏水、内疏水的环状a 寡聚体组成的膜中形成中空结构的结果。这些a 肽楔并聚集在膜内，跨越双分子层，并创建一个孔，作为一个Ca2+敏感离子通道(Jang等人，2007;Lal等人，2007)。已经证明，淀粉样肽，主要是寡聚体，确实结合到脂质双分子层。这是视觉上的描绘一个低聚物Ca2+Ca2+Ca2+Ca2
15、+Ca2+Ca2+细胞外细胞内的孔隙Ca2+ Ca2+ Ca2+门冬氨酸受体Ca2+ 游离钙 + Ca2 +增强囊泡递质释放延迟性神经元衰竭图2:A寡聚物介导的神经元衰竭A寡聚物，通过脂质过氧化等过程，触发NMDARs的激活和膜孔的形成。孔的形成和NMDA的激活都导致钙离子从细胞外空间流入神经元。细胞内钙水平的增加触发了囊状递质的释放，耗尽了细胞内的递质储存。最终，这个过程会导致神经元衰竭。通过高分辨率原子力成像仪的孔隙样形态图像(Jang等人，2010年)。阿尔茨海默病患者死后脑组织中也有明显的孔隙形成(Inoue, 2008)。这一机制进一步被观察到的孔状活动所支持，主要是神经元中Ca2+
16、内流的增加(Seplveda, 2014;图2)孔形成引起的钙平衡失调可能会导致线粒体功能障碍，进而诱导ROS级联反应，导致神经元凋亡和死亡(Dykens, 1994;Fernndez-Morales et al.， 2012)。淀粉样蛋白孔形成的相对重要性存在争议，研究人员在淀粉样肽与钙质内流增加相关方面获得了相互矛盾的结果(Arispe等人，2010;Lazzari等人，2015)。尽管上文强调了纤维前寡聚体，但纤维淀粉样蛋白的不良影响仍然值得关注(Meyer-Luehmann et al.， 2008)。可溶性和纤维形态可能协同工作，纤维淀粉样蛋白可能作为寡聚物的贮存体。在小鼠模型中，斑
17、块周围区域出现退行性变化，如ROS增加(Garcia-Alloza et al.， 2006)。较短的纤维可能比较长的纤维更容易对细胞膜造成损伤，因为它们对脂质双分子层更具破坏性(Xue et al.， 2009)。当原纤维破碎时，原纤维负荷增加，有更多的末端可与膜相互作用。尝试合成确定的、均匀大小的片段正在进行中，这样每个片段的贡献可以分别确定或组合确定(Shinoda等人，2015)。突触的淀粉样蛋白作用AD的特征是突触缺失，这是认知能力下降的最强病理关联(Terry et al.， 1991)。突触丧失是在神经元细胞死亡之前观察到的，并与突触膜的变性有关(Nitsch等人，1992年)。
18、因此，AD早期的记忆丧失是由于突触功能障碍而不是神经元的丧失。突触通常具有可塑性，在这一过程中，突触的功能和/或结构会随着活动的变化而发生改变。淀粉样蛋白可诱导突触和突触可塑性的形态和功能改变(Coleman和Yao, 2003)。电子显微镜和突触标记物免疫组化染色显示AD脑联合皮质和海马突触密度显著降低。突触的丧失在AD早期变得很明显，可以在轻度认知障碍中检测到(Scheff等人，2006)。在野生型瑞士韦伯斯特小鼠中，细胞来源的人类A寡聚物的生理相关水平，而不是单体，急性中断海马突触体内可塑性，抑制海马LTP (Malenka和Bear, 2004;汤森德等人，2006)，在某些类型的记忆
19、形成和/或检索中很重要。从人AD大脑中获得的可溶性A可促进小鼠海马片中的长期抑郁(LTD) (Cleary等人，2005)，从而降低突触的效率。在具有家族性AD突变的转基因小鼠中，LTP的破坏发生在A斑块沉积之前(Hsia et al.， 1999)。同样，灌注低浓度A的年轻成年大鼠海马切片，可显著抑制LTP诱导(Lambert et al.， 1999);脑内微注射细胞源性A寡聚物，而不注射淀粉样原纤维，可显著抑制大鼠体内海马LTP诱导(Walsh et al.， 2002)。低浓度的A寡聚物142 能够抑制进入嗅觉皮层(近期记忆向远端记忆转化的中枢)和新皮层(远端记忆的存储和提取)的长期突
20、触可塑性，大脑解剖位置高度受AD影响(Origlia et al.， 2008, 2009)。A的可溶性寡聚物在纳摩尔浓度下具有直接突触毒性(Park et al.， 2013)。A寡聚物的纳摩尔水平已经确立了生理相关性，因为这是AD患者脑脊液(CSF)中报道的范围(Bibl等，2006)。a 寡聚体可以作为配体，与一系列突触后细胞表面受体结合，驱动下游信号通路，导致突触损伤和丧失(Lacor等人，2007)。这些低聚物所结合的受体包括谷氨酸，7 烟碱、乙酰胆碱受体、细胞朊病毒蛋白和Wnt受体卷曲(Magdesian et al.， 2008;Renner等人，2010;Barry等人，201
21、1年;Oz等人，2013)。这些受体在促成突触失效方面的相对重要性尚不清楚。然而，由于谷氨酸是参与认知和记忆的主要兴奋性神经递质，对谷氨酰胺能突触的研究最多的是A效应。A已被发现通过多种机制负向调节谷氨酰胺能受体(Cerpa et al.， 2008)。参与兴奋性突触传递的主要离子性谷氨酸受体是-氨基-3-羟基- 5-甲基异恶唑-4-丙酸受体(ampar)和NMDA受体(NMDARs)。NMDARs和ampar在突触可塑性和记忆功能中是必不可少的，并参与LTP和LTD。A通过改变这些ampar和NMDARs的内吞和转运导致突触功能障碍。A促进皮层神经元NMDA通道的内吞(Snyder et a
22、l.， 2005)。NMDAR拮抗剂阻断A对突触的作用(Bi等人，2002)。寡聚物也降低了树枝状结构的密度脊柱以及成熟脊柱与无功能粗短脊柱的比例(Gomes et al.， 2014)。树突棘接收大脑皮层的大部分兴奋性突触输入，是LTP和LTD的基础。他们被认为是学习和记忆的结构相关(Alvarez和Sabatini, 2007)。脊髓的丧失和形态的改变与AD患者的认知障碍相关(Walsh和Selkoe, 2004)。对线粒体的毒性和作用：氧化应激线粒体是细胞生命所必需的产生能量的细胞器，尤其容易受到淀粉样蛋白毒性的影响(Manczak et al，2006;Hansson Petersen
23、等，2008)。近20年前，在与淀粉样斑块相关的大脑区域观察到葡萄糖代谢下降，提示线粒体功能与AD发病机制之间可能存在联系(Mark et al.， 1997)。葡萄糖是神经元的主要燃料来源。因此，它利用葡萄糖的能力的任何妥协都可能对细胞有害。此外，线粒体是ROS产生的主要贡献者，线粒体损伤会增加ROS的产生。与正常对照组相比，AD患者的大脑和脑脊液中氧化应激水平更高(Lovell等，1995;Di Domenico等人，2015:Swomley and Butterfield, 2015)。本节将回顾淀粉样蛋白影响AD线粒体功能的主要途径，以及氧化应激参与病理生理学的可能途径。线粒体功能障碍
24、出现在AD发病的早期，在神经炎斑块沉积之前(Caspersen et al.， 2005;Hauptmann等人，2008)。由于线粒体是细胞内ROS的主要来源，线粒体功能障碍与氧化应激密切相关(Wang et al.， 2009)。利用多光子显微镜，发现活鼠神经炎斑块附近的线粒体发生了改变(Xie et al.， 2013)。自由基作为氧化磷酸化的副产物在线粒体内形成。A与线粒体相互作用可能导致自由基生成增加，尽管线粒体具有抗氧化防御系统(Manczak et al.， 2006;Dragicevic等人，2010)。A可以穿透线粒体膜，一旦进入细胞器，通过干扰电子传递链，参与了生物能过程的
25、破坏(tilment et al.， 2006)。细胞色素c氧化酶(电子传递链的末端酶)的活性降低，一直被观察到与A积累相关(Parker et al.， 1990;Devi等人，2006年;Manczak等人，2006年)。这一点，再加上有报道称AD患者死后大脑中细胞色素c氧化酶的缺失，提出了一种可能的毒性机制(Maurer等人，2000;埃克特et al .,2011)。有人认为，A通过阻止细胞色素c与细胞色素c氧化酶的结合来介导这种毒性(Casley et al.， 2002;Hernandez-Zimbron et al .,2012)。-酮戊二酸脱氢酶(一种产生能量的三羧酸循环的线粒
26、体成分)的活性也被证明在AD中降低(Mastrogiacoma et al.， 1996)。淀粉样蛋白也被观察到通过与淀粉样蛋白结合酒精脱氢酶(ABAD)结合来中断代谢，ABAD是AD脑中上调的一种线粒体酶(Yan et al.， 1997;Lustbader等人，2004)。ABAD是一种参与能源生产的多功能酶。当ABAD与a 配合时，发生构象变化，阻止NAD的结合+，导致ABAD酶活性的丧失。ABAD催化失效可能改变线粒体膜通透性，破坏呼吸酶，促进线粒体失效(Lustbader et al.， 2004)。abad - a - 复合毒性的另一个潜在结果是失去了去除有毒醛的能力(Muraka
27、mi等人，2009年)。抑制ABAD与A的相互作用可以保护线粒体和神经元免受A介导的毒性(Vasalani et al.， 2014)。A被观察到通过干扰线粒体融合(两个线粒体合并成一个)和分裂(一个线粒体分裂成两个;王等，2008,2009)。融合和裂变是正常的动态过程，发生频率高，并适应细胞和线粒体条件(Youle和van der Bliek, 2012)。然而，过度融合导致线粒体拉长畸形，而不成比例的分裂导致线粒体破碎。动力样GTPase蛋白动力相关蛋白1 (dynamin-related protein 1, DRP1)是介导线粒体裂变的关键蛋白。Cho等(2009)的研究表明，DRP
28、1通过s -亚硝基化被A激活。s -亚硝基化活性DLP1可能导致AD患者线粒体碎片化和突触变性(Cho et al.， 2009;中村和立顿，2011)。然而，这一结论引发了争议，因为DRP1的s -亚硝基化并没有增加其GTPase活性，提示A通过其他途径介导线粒体破碎(Bossy et al.， 2010)。 钙平衡异常可能与神经元线粒体功能障碍有关。神经元中的线粒体并不仅仅局限于体细胞，而是分布在整个神经元中。许多线粒体定位在突触附近，那里的能量需求很高。线粒体在突触按钮已被证明调节钙+ 因此神经递质释放(比卢普斯和福赛斯，2002年)。AD小鼠模型显示，A在细胞器中积累导致突触按钮线粒体
29、功能失调(Du et al.， 2010)。此外，A-过表达小鼠由于ROS导致线粒体钙离子摄取减少，导致突触可塑性受损(Lee et al.， 2012)。A可能通过促进皮层神经元内质网的释放而导致细胞内钙水平的增加。细胞质中的钙随后被线粒体以代偿的方式吸收，以调节钙的水平。钙的摄取可能损害线粒体功能，导致ROS产生、凋亡信号传导和细胞死亡。如前所述，淀粉样蛋白刺激的孔隙形成影响胞质钙平衡。淀粉样蛋白诱导的内质网钙释放是钙平衡失调导致神经元破坏的另一机制(Ferreiro et al.， 2008;Tille- ment et al.， 2011;Ferreira等人，2015)。人们普遍认为
30、AD神经元变性的发病机制之一是氧化应激的存在，氧化应激是自由基生成和抗氧化解毒失衡的结果。由氧、ROS产生的自由基与其他生物分子(包括脂质、蛋白质和核酸)发生反应并破坏，造成核和线粒体DNA损伤以及脂质和蛋白质破坏。线粒体作为氧代谢的主要部位，不断产生ROS。有报道称，死后AD患者大脑中出现氧化应激，脂质过氧化和蛋白质氧化增加(Hensely et al.， 1995;Markesbery和Carney, 1999)。Sheehan等人的一项研究显示，人类AD患者线粒体功能异常，SH-SY5Y人神经母细胞瘤细胞系线粒体DNA缺失，然后用AD受试者或对照组血小板中的线粒体进行重组。当ROS水平被
31、检测时，含有AD线粒体的细胞与含有非AD线粒体的细胞相比，ROS的基础产量增加了36% (Sheehan et al.， 1997)。科学界的一个主要争论焦点是氧化应激在AD中发生的阶段。一些研究者认为A的形成和聚集是氧化应激的原因，而另一些人则认为是氧化应激先于a 积累，因此可能是淀粉样蛋白产生的催化剂。A可通过线粒体内机制诱导氧化应激，通过破坏电子传递链引发ROS的产生，降低复合物III和I的活性(Rhein et al.， 2009;Spuch等人，2012年;Bobba等人，2013)。淀粉样蛋白产生ROS的另一种途径是抑制-酮戊二酸脱氢酶(Gibson等人，2005)。Practic
32、等人(2001)发现，在人类APP过表达的AD小鼠模型中，脂质过氧化和氧化损伤发生在a 积累之前，这支持了氧化应激是a 产生的一个原因。同样，在使用HEK293人胚胎肾细胞的细胞培养模型中，源自线粒体的ROS驱动a 的产生(Leuner等人，2012)。在活的野生型小鼠中，向海马体注入氧化剂改变了A的生成比例，有利于毒性更强的A42 (Arimon et al.， 2015)。最终，a 可能是氧化应激的生产者和目标。这些研究中一个令人鼓舞的发现是，由A或氧化应激引起的线粒体损伤可能是可逆的，这在各种动物和细胞培养模型中得到了证明(Moreira et al.， 2007;Manczak等人，2
33、010年;姚等，2011)。然而，A多肽可以干扰线粒体功能的其他方面是核编码蛋白进入线粒体的运输或这些蛋白的成熟(Mossmann等人，2014;Cenini等人，2016)。将HeLa细胞分离的线粒体与放射标记的前体蛋白和A40或A42肽孵卵后，可抑制前体蛋白进入线粒体，其中A42的抑制作用最强。这种效应的发生是因为前体蛋白与A肽共聚集导致蛋白溶解度降低(Cenini等人，2016)。AD小鼠线粒体中含有A肽的新鲜脑提取物显示前蛋白加工受损(Mossman et al.， 2014)。小胶质细胞和间隙目前还不清楚AD患者脑内淀粉样斑块的积累是由于产生过多，清除不足，还是两者的结合(Mawue
34、nyega et al.， 2010)。小胶质细胞是驻留在大脑中的吞噬细胞。人类AD大脑的组织病理学研究显示，小胶质细胞与大多数斑块相关(Dickson等人，1988)。支持角色的证据。小胶质细胞在A清除中的作用很强，尽管在app过表达小鼠中的研究表明，小胶质细胞的消除不能在短时间内改变斑块负荷(Heppner和Jucker, 2009;Grathwohl等人，2016)。然而，如果可溶性寡聚体是AD病理的关键，斑块负荷可能不是一个很好的小胶质细胞防御措施。细胞培养和活鼠脑实验表明，小胶质细胞可以吸收可溶性和纤维性a ，但每一种都是通过单独的机制内化的。可溶性A通过胞饮作用而不是通过内吞作用或
35、吞噬作用被吸收。然后，可溶的A被送到溶酶体降解。流式细胞术研究表明，神经元和星形胶质细胞也可以胞饮可溶性A，但远不如小胶质细胞有效(Mandrekar et al.， 2009)。A纤维状结构通过吞噬作用被小胶质细胞内化(Koenigsknecht和Landreth, 2004;Koenigsknecht-Talboo和Landreth, 2005)。在AD中，小胶质细胞对各种形式A的清除不足，这可能不仅是因为产生了大量的A，还可能是A引起的小胶质细胞表型改变。20多年前进行的共培养研究表明，小胶质细胞可被A和干扰素-联合激活，导致活性氮中间体和TNF-的产生和神经元细胞损伤(Meda et
36、al.， 1995;Sondag等人，2009年)。最近的研究表明，衰老和淀粉样蛋白负荷会导致小胶质细胞表现不佳。在AD早老林1-APP转基因小鼠模型中，随着小鼠年龄的增长和AD进程的推进，小胶质细胞清除和降解淀粉样蛋白的能力减弱(Hickman et al.， 2008;Babcock等人，2015)。年龄的增长会限制小胶质细胞处理淀粉样蛋白的能力(Floden and Combs, 2011;Njie et al.， 2012)，在老年和年轻小鼠脑切片的体外共培养模型中，这一现象可以逆转，从而使老年小胶质细胞能够内化和处理A，并减少斑块大小(Daria et al.， 2017)。小胶质细
37、胞的再生可能成为治疗AD的新途径。载脂蛋白与淀粉样蛋白的相互作用尽管在过去的几十年里，A一直是AD研究的焦点，但科学界对于A是否为AD的主要病因仍存在争议。过度磷酸化的蛋白的神经纤维缠结被认为是单独或与淀粉样蛋白共同作用的一个可能的因果因素(Berger et al.，2007;罗伯森等人，2007;艾哈迈德等人，2016)。此外，胆碱能假说将认知功能的恶化归因于神经递质乙酰胆碱的缺失导致胆碱能传递的下降(Mesulam, 2013)。然而，已经确定的AD发展风险与胆固醇转运蛋白载脂蛋白E (ApoE)的特定等位基因有关，该蛋白从出生起就存在功能失常(Dean et al.， 2014;Mad
38、dock等人，2015)，并且有可能终生的胆固醇处理不当以及胆固醇处理不当与a 之间的相互作用可能是AD发展的主要贡献者(Chan等人，2012;Mendis等人，2016)。ApoE是一种转运胆固醇的299-氨基酸34kda蛋白，是脂蛋白受体的配体，也是突触形成和重塑的主要决定因素(Mahley, 2016a)。在大脑中，脂蛋白主要由胶质细胞分泌，为脂质贫乏的高密度脂蛋白样颗粒，载脂蛋白e是主要的载脂蛋白成分(Mahley, 2016b)。人类ApoE基因是多态的，主要有三种等位基因变体:E2、E3和E4 (Kim et al.， 2009)。已知遗传E4等位基因可加速AD的发病和进展(St
39、rittmatter et al.， 1993)。ApoE4是已知最强的遗传危险因子，而ApoE2似乎对AD具有保护作用(Farrer等，1997;Serrano-Pozo等人，2015)。在人群中，大约25%的人携带一个或两个ApoE4等位基因副本，但在迟发性AD患者中，高达70%的人携带一个或两个ApoE4等位基因。携带一个ApoE4等位基因的AD易感性以剂量依赖的方式增加，其风险是非携带者的3 - 5倍，携带两个ApoE4等位基因的纯合子的10 - 15倍(Corder et al.， 1993)。早在1993年，对大脑的尸检研究就表明ApoE4等位基因和A沉积之间存在联系(Schmec
40、hel等人，1993年)。Mawuenyega等人(2010)研究了AD患者与健康非AD对照组的中枢神经系统A清除，发现AD患者A40和A42的清除减少了约30%。在AD中，ApoE4与A沉积增加和清除不良有关(Castellano et al.， 2011;Kim等人，2011)。将人类ApoE等位基因导入过表达A的转基因小鼠，根据ApoE亚型的不同会产生不同的结果(Youmans等，2012)。与ApoE2或ApoE3相比，ApoE4转基因小鼠的ApoE水平更低，A沉积开始更早。apoe4表达小鼠的脑内A寡聚物和A42均较高。其他研究也表明过表达人类ApoE4的APP转基因小鼠与过表达人类
41、ApoE2的APP转基因小鼠相比，大脑A水平更高(Bales et al.， 2009)。注入表达不同人类载脂蛋白e等位基因的载体与ApoE2载体相比，过表达APP的转基因小鼠大脑侧脑室导致脑间质液中A寡聚物水平升高，脑淀粉样蛋白积累速度加快(Hudry等人，2013年)。ApoE4对A的亲和力较低，当ApoE3或ApoE4被裂解时，这两种异构体都失去了对A的亲和力(Tokuda et al.， 2000)。在小鼠模型中，ApoE脂化与脑a 降低和认知功能改善相关，表明脂化状态影响ApoE-淀粉样蛋白相互作用(Boehm-Cagan和Michaelson, 2014)。在生理条件下，只有一小部
42、分可溶a 在细胞外溶液中与ApoE脂蛋白颗粒相互作用，导致假设，不是通过直接结合调节a 的清除，ApoE可能通过低密度脂蛋白受体相关蛋白-1 (LRP-1;Verghese et al.， 2013)。LRP-1是大脑中主要的载脂蛋白e代谢受体之一(Beisiegel et al.， 1989;Jaeger和Pietrzik, 2008)。ApoE利用LRP-1内在化进入细胞。ApoE受体，LRP-1和ApoE2，直接保护体内神经元和树突的损失(Beffert et al.， 2006)。LRP-1在淀粉样蛋白斑块中被发现，在淀粉样蛋白清除中起重要作用(Shibata et al.， 2000
43、)。它可以直接结合A，也可以通过配体间接结合A。在小鼠模型中，LRP-1抑制降低淀粉样蛋白清除(Williams et al.， 1992)。与a - apoe4复合物相比，a - apoe2和a - apoe3复合物可通过极低密度脂蛋白受体和LRP-1在血脑屏障处被清除，其清除速度明显快于a - apoe4复合物(Deane等，2008)。然而，如上所述，在生理条件下，只有一小部分可溶性a 与ApoE相互作用，这些a -ApoE复合物在体内的重要性受到质疑(Verghese et al.， 2013)。ApoE也可能影响A的产生和加工。在小鼠模型中，ApoE4增加A沉积并减少突触传递(Lir
44、az等人，2013)。Vincent和Smith(2001)发现，在培养的APP过表达小鼠的初级皮层神经元中添加任何亚型的ApoE，都不会影响APP的水平或处理。然而，将这些APP过表达的小鼠原代皮层神经元与表达人类ApoE2、ApoE3或ApoE4的小鼠星形胶质细胞共培养，APP水平出现了非异构体依赖性的下降。在本研究中，只有ApoE4细胞减少了可溶性ap (-分泌酶裂解的产物)的生成，并促进了A的生成，而只有ApoE2细胞增加了ap 。星形胶质细胞和神经元之间的细胞间接触是这些效应发生的必要条件。其他细胞培养研究与直接的生理浓度的ApoE发现任何三个亚型减少40和42和降低分泌酶劈理的应用
45、。使用了多个细胞系在这项研究中,包括IMR-32人类神经母细胞瘤细胞系(伊et al ., 2004)。并不是所有的散发性AD患者都携带ApoE4等位基因。Mattsson et al.(2016)最近的一项研究发现，特别是在ApoE4基因缺失的情况下，AD可能发生在A生成增加的环境中。结论AD是一种复杂的神经退行性疾病。虽然AD的发病机制尚不完全清楚，但a 蛋白片段的积累是该疾病的一个标志，a 与胆固醇之间的联系需要进一步探索。可溶性a 寡聚物与纤维a 对神经元损伤的相对贡献正在积极研究，最近的文献表明寡聚物具有显著的破坏作用。AD病理的神经影像学和脑脊液标记物的诊断准确性有限。目前，AD无
46、法治愈，治疗策略有限，近期临床试验结果并不令人鼓舞。鉴于阿尔茨海默病造成的巨大社会负担和人员伤亡，有必要扩大资源，以支持对这一毁灭性疾病的研究。致谢:本研究得到Herb和Evelyn Abrams家族淀粉样蛋白研究基金、美国阿尔茨海默病基金会、阿尔茨海默病资源中心和Elizabeth Daniell研究基金的支持。利益冲突声明:作者声明他们没有利益冲突。参考文献Ahmad, S.S., Akhtar, S., Jamal, Q.M., Rizvi, S.M., Kamal, M.A., Khan, M.K., and Siddiqui, M.H. (2016). Multiple target
47、s for the management of Alzheimers disease. CNS Neurol. Disord. Drug Targets 15, 12791289.Alvarez, V.A. and Sabatini, B.L. (2007). Anatomical and physiological plasticity of dendritic spines. Annu. Rev. Neurosci. 30, 7997.Arimon, M., Takeda, S., Post, K.L., Svirsky, S., Hyman, B.T., and Berezovska,
48、O. (2015). Oxidative stress and lipid peroxidation are upstream of amyloid pathology. Neurobiol. Dis. 84, 109119.Arispe, N., Diaz, J., Durell, S.R., Shafrir, Y., and Guy, H.R. (2010). Polyhistidine peptide inhibitor of the Abeta calcium channel potently blocks the Abeta-induced calcium response in cells. Theoretical modeling suggests a cooperative binding process. Biochemistry. 49, 78477853.Babcock, A.A., Ilkjaer, L., Clausen, B.H., Vi