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1、药理学实验的特点 药理学实验一般以活体为对象，包括其正常功能、整体的动物和离体的器官或组织均在具有活性的前提下用于实验。小心、规范地操作注意保护动物或标本于最佳活性状态。第1页/共42页三、药理学实验课的要求实验前仔细阅读本课程和有关课程的讲义，了解实验的目的、要求、步骤和操作程序。结合实验内容复习有关理论。第2页/共42页（二）实验时保持实验室的整齐、清洁，保持实验室安静，不要高声谈笑，不得进行与实验无关的活动。爱护公共财物,各组仪器和器材由各组使用按照实验步骤，认真操作，注意保护实验动物和标本，节省实验器材和药品。仔细、耐心地观察实验过程中出现的现象，真实客观地记录实验结果，并加上必要的文
2、字注释，有时还需要绘制图形或曲线进行分析。第3页/共42页（三）实验后将实验用具整理就绪，所用器械冲洗干净后，交还借用的器械。如果器械有损坏或短少，应立即报告负责教师。动物尸体、标本、纸片和废品应放到指定地点。搞好实验室的清洁卫生工作，离开实验室前应关灯，关窗，关水龙头。认真整理实验结果并撰写实验报告。第4页/共42页实验报告的书写每次实验，均要求写出实验报告。实验报告应注意文字简练，通顺，书写清楚，整洁，正确使用标点符号。第5页/共42页动物实验的基本操作技术 实验动物是指人工饲养，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和较
3、好的重复性。第7页/共42页1青蛙与蟾蜍2小白鼠3大白鼠4豚鼠：性情温顺，胆小怕惊吓，对组胺敏感。常用于免疫学研究和过敏性疾病模型5家兔：耳大，血管清晰，便于静脉注射和取血。眼大易观察，常用于眼科研究。因其体温变化较敏感，也常用于体温实验及热原检查。第8页/共42页6猫：猫的血压比较稳定，较大鼠、家兔等小动物更接近于人体，且与人相似，故可用于循环药理研究。7狗：是医学实验中最常用的大动物。血液、循环、消化和神经系统均很发达、与人类较接近。适用于药理学、毒理学和药物代谢、营养学和药理学研究。8、小型猪：毛发、皮肤厚薄，形态学和增殖动力学与人非常相似。理想的烧伤模型9、猴：最相似的生物学和行为学特
4、征第9页/共42页实验动物的编号、捉拿与固定1染料标记法常用染料：红色染料：5中性红或品红液；黄色染料：3%5苦味酸溶液；咖啡色染料：2硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。第10页/共42页（2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。A、兔、猫、狗等动物的标记方法：用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写号码。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1分钟。B、大鼠、小鼠的标记：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的号码。常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢
5、9号、不作染色标记为10号。在每组实验动物不超过10只的情况下适用。第11页/共42页双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。双色法色法可标记100位以内的号码。例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方法参照单色涂染法，即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、头部40号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标记。比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红（红色），在其左侧腹部涂上苦味酸（黄色）即可。第12页/共42页2穿耳打孔法：用专门的打
6、孔器在动物耳朵的不同部位打孔或缺口来表示一定号码。此法是小鼠常用的标记方法之一。3挂牌编号法：常用于狗、猴、猫等大动物的编号。实验前将之固定于动物的颈圈或耳上4人工针刺号码法：先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出号码，再用酒精墨汁涂染即可第13页/共42页动物的抓取小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。有经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物
7、的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。第14页/共42页大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。动物的抓取第15页/共42页第16页/共42页实验动物的给药方法 经消化道给药1小鼠灌胃法灌胃法1216号注射针头，尖端部磨钝，针头长45cm进针23cm后。灌药量一般为0.10.3ml/10g体重第17页/共42页大鼠灌胃法长约68cm，直径约为1.2mm，一次灌胃量一般在1ml/100g体重。第18页/共42页二、注射给药法小鼠皮下注射通常在背部皮下注射。注射时以左手拇指和中指将小鼠颈背部
8、皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针尖在皮下，此时可将药液注入，针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。药量一般为0.1ml0.3ml/10g体重。第21页/共42页大鼠皮下注射注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺入皮下后推注药液。一次注射量不超过1ml/100g体重。第22页/共42页2腹腔注射法（1）小鼠腹腔注射左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。右手持注射器，在小鼠下腹部腹白线稍向左或右的位置，从下腹部朝头方向刺入皮肤，针头到达皮下后，沿皮下向前推进
9、35mm，然后使注射器针头与皮肤呈45角刺入腹膜。针头刺入腹膜后感抵抗力消失，此时在保持针头不动的状态下回抽针栓，如无回血或尿液，则可推入药液。一次可注射量为0.10.2ml/10g体重。第25页/共42页大鼠、豚鼠、兔、猫等的腹腔注射皆可参照小鼠腹腔注射法。但应注意家兔与猫在腹白线两侧注射（应在离腹白线约1cm处进针）。第26页/共42页3肌肉注射法小鼠、大鼠、豚鼠肌肉注射一般因肌肉少，不作肌肉注射，如需要时，可将动物固定后，一手拉直动物左或右侧后肢，将针头刺入后肢大腿外侧肌肉内，小鼠一侧药液注射少于0.4ml，针头选用57号。兔肌肉注射可选两臂或股部。第27页/共42页静脉注射法 小鼠大鼠
10、一般采用尾静脉注射。注射前先将动物固定于固定器内（可采用铁丝笼、金属筒或底部有小孔的玻璃筒），使其整个尾部外露，以右手食指轻弹尾尖部，必要时可用4550的温水浸泡尾部12分钟或用75乙醇擦拭尾部，或者将小鼠先放在4050左右的加热板上做运动，使其全部血管扩张充血。以拇指与食指捏住尾根部两侧，无名指和小指夹持尾尖部，中指从下托起尾巴固定之。第28页/共42页选择一根最为充盈的血管，右手持4号针头使其与尾部呈30度角刺入静脉，针头在静脉内平行推进少许，左手三指连针头和鼠尾一起捏住固定，以防动物活动时针头脱出。回抽见血，且推动药液无阻力、并可见沿静脉血管出现一条白线说明针头在血管内，可注药。如遇到阻
11、力较大，局部发白变硬时，说明针头不在静脉内，需拔出针头重新穿刺。注射完毕后拔出针头，轻按注射部止血。一般选择尾两侧静脉，针刺宜从尾尖端开始，渐向尾根部移动，以备反复应用。一般一次注射量为0.050.2ml/10g体重。第29页/共42页家兔：家兔静脉注射一般采用耳缘静脉。注射前先剪除其表面皮肤上的毛并用水湿润局部，血管即显现出来。可先轻弹或用酒精棉球揉擦耳尖部并用左手食指和中指轻压耳根部，拇指小指夹住耳边缘部分，以左手无名指放在其下作垫，待静脉显著充盈后，右手持带有68号针头的注射器刺入静脉（第一次进针点要尽可能靠远心端，以备反复应用），顺着血管平行方向深入1厘米后，放松对耳根处血管的压迫，左
12、手拇指和食指移至针头刺入部位，将针头与兔耳固定针头刺入血管后再稍向前推进，轻轻推动针栓，若无阻力和局部皮肤发白、隆起现象，即可进行药物注射，第32页/共42页实验动物的处死方法 1.颈椎脱臼法：本法最常用于小鼠。用拇指和食指压住小鼠头的后部，另一手捏住小鼠尾巴，用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，延脑与脊髓离断而死亡。处死大鼠也可用此法，但需较大力气。第37页/共42页2.空气栓塞法：主要用于大动物的处死。用注射器将空气快速注入静脉或心脏，使动物发生静脉空气栓塞，特别是肺动脉栓塞而致死。兔一般选用耳缘静脉，狗由前肢或后肢皮下静脉注射。一般兔与猫可注入空气1020ml；狗需注入70150ml空气。第38页/共42页3.心脏取血法：用粗针头一次针刺心脏大量抽取血液，可致动物死亡。此法常用于豚鼠、猴等第39页/共42页4.大量放血法：大鼠可采取摘除眼球，由眼眶动脉放血致死。断头、切开股动脉亦可使其大量失血而死。家兔可在麻醉情况下，由颈动脉放血，并轻轻挤压胸部，尽可能使之大量放血致死。此法对内脏器官无损伤，是采集病理切片标本和血液样本的一种较好办法。第40页/共42页注射或吸入麻醉剂法等。蛙或蟾蜍类可断头，也可用探针经枕骨大孔破坏脑和脊髓处死。第41页/共42页感谢您的观看！第42页/共42页