ABA综述性论文(2)解读.pdf

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1、 湖南农业大学课程论文 学 院：生科院 专业年级：姓 名：学 号：课程论文题目：植物激素脱落酸(ABA)课程名称：植物生长物质 评阅成绩：评阅意见：成绩评定教师签名：日期：2015 年 12 月 27 日 植物激素脱落酸(ABA)摘 要：脱落酸(简称 ABA)在植物生长发育过程中有着重要作用,同时也是一种应激激素,能够抵抗外界环境胁迫。植物一些发育过程如种子萌发、胚胎发育和果实成熟中,ABA 含量会发生变化。近年来关于脱落酸在生物合成、代谢和信号转导等方面的研究已取得突破性进展。本文介绍高等植物 ABA 生物合成途径,ABA 受体的研究,ABA 信号转导通路模型的构建。关键词：脱落酸、应激激素

2、、生物合成,、信号转导 脱落酸(abscisic acid,ABA)是 20 世纪 60 年代在植物体内发现的半萜类化合物，在植物生长和响应逆境过程中发挥着重要作用1。近年来在 ABA 合成代谢和信号转导等方面的研究已取得突破性进展。ABA 生物合成和信号调节与一些关键酶及转录因子关系紧密，如细胞质内产生的 PYR/PYL/RCAR(PYLs)蛋白作为 ABA 受体，有传递 ABA 信号的作用 .一、生物合成 C4O间接途径是高等植物 ABA 生物合成的主要途径,其经过聚合、环化、异构化、氧化、裂解等复杂的反应,分为几个阶段(Seo,2002):(l)早期反应:在质体内类葫萝卜素前体胡萝卜素的

3、形成;(2)中期反应:在质体内由形成玉米黄质开始至 9 一顺紫黄质裂解的过程;(3)晚期反应:在细胞溶胶内黄质醛转变成ABA。（1）、早期反应阶段 在质体内 MVA 是合成五个碳原子 PIP 的前体。Rhomer 等(1999)认为 PIP 生物合成是在叶绿体中以甲从赤醉糖磷酸(MEP)途径合成的:以丙酮酸及硫胺素焦磷酸(TPP)为前体,在 3 一磷酸甘油醛(GAP)参与下由 5 一磷酸脱氧木酮糖合成酶(DX)s 催化形成 5 一磷酸脱氧木酮糖(DXP),进而在胞彗是磷酸(CTP)参与下形成PIP。也有报道指出 PIP 的生物合成分别也在细胞溶胶发生。同位素实验证实,甲瓦龙酸素(Mevniol

4、ni)阻碍 MVA 合成,但不影响类胡萝卜素合成。PIP 的生物合成可能与 MVA 途径无关。细胞溶质生成的 PIP 通过载体渗人到质体内。GGPP由八氢番茄红素合酶(PSY)催化GGPP形成八氢番茄红素,这是一个限制步骤。随后八氢番茄红素脱氢酶(PDS)促进八氢番茄红素转变成胡萝卜素、番茄红素和日胡萝卜素。山于发育的玉米种子 PDSmRNA 表达的产物与内源 ABA 水平 没有直接联系,番茄的 PSY 基因(PSY)I 超表达不能引起 ABA 水平增加,推测类胡萝卜素的合成速率不会影响 ABA 的生物合成速率。日前,对 DXS 在调节类胡萝卜素生物合成的作用引人关注,令人惊讶的是,DXS 的

5、表达也影响着内源 ABA 水平(Est 己 vezetal,2001),说明 ABA 生物合成的早期阶段,尤其是 DXP 的形成调节ABA 生物合成。（2）、中期反应阶段 玉米突变体 VP2、VP5、VP7、VP9 的突变与玉米黄质形成相关。环氧玉米黄质环化酶(zEP)催化长米黄质环化形成环氧玉米黄质、进步形成全一反式一紫黄质,这两步反应是合成 ABA 的特殊步骤。拟南芥 baal 和烟草 baZa 突变体由于损害 ZEP 而阻碍 ABA 的生物合成。紫黄质及新黄质在 9 一顺环氧类胡萝卜素双加氧酶(NCED)作川一 l氧化裂解,在细胞溶胶形成黄质醛。已在植物中至少获拐了 15种与 ABA 合

6、成有关的突变体,其中大部分与玉米黄质环氧化酶(ZEP)、9 一环氧顺类胡萝!、素双力 11 氧酶(NCED)和醛氧化酶(AO)等以及相关辅因子突变有关。ZEP、NCED 和 AO 是生物合成的关键酶。其次,一些 IPP 合成有关的酶,某些异构酶和特定的辅因子如钥辅因子(MOCO)、铂辅因子硫酸化酶(MCSU)等以及细胞膜类固醇都调节 ABA 的合成。ZEP 是 ABA 生物合成中第一个从 DNA 及氨基酸序列水平上研究证实的酶。烟草中由ABA2基因编码ZEP,分子量72.5KD,是一个叶绿体输入蛋自,催化玉米黄质环氧化形成新黄质。ABA2 蛋自首先催化长米黄质转化成环氧玉米黄质,进而在还原型铁

7、硫蛋自作用下转化成新黄质,同时去环氧化酶作用新黄质逆转形成玉米黄质。已知玉米黄质、环氧玉米黄质、新黄质都与聚光复合体(LHC)耦连,因而认为玉米黄质转化成新黄质及逆过程(叶黄素循环)可能保护 LHC 免遭光氧化。11 前已经在胡椒、番茄、烟草中克隆到了同源玉米黄质环氧化酶 cDNA,对 ABA2 基因编码的 ABA2 蛋白及其它同源基因产物的结构分析表明,ZEP 有 4 个关键区:A、B、C、D 区。涉及全一反式紫黄质转变成 9 一顺式或 9一新黄质的酶仍有待提取。从番茄或马铃薯克隆的一个基因编码的蛋自具有催化全一反式一紫黄质到全一反式一新黄质的能力,用突变体分析证实在植物活体内该蛋自不具备上

8、述功能(Hirsehberg,2001)。在拟南芥、油菜、首倩、烟草等中发现形成种子至成熟过程的 1/3 和 1/2 处时间处,ABA 的水平会显著增加,并在烟草中证实 ABA2mRNA 水平在这个阶段出现高峰,ABA2 基因表达调节着 ABA 合成及种子的发育。同样用转基因方法使 ABA2基因超表达,能延长种子休眠;用反义 RNA 技术可打破休眠。种子胚中 ABA2 基因的表达、ZE 水平限制 ABA 生物合成。在非光合组织如番茄根中,ABA 水平的增加与特定的叶黄素减少成线性关系。所以 ABA2 编码的 ZE 及与黄质醛裂解有关的酶可能是调节 ABA 生物合成的关键酶。但这只是在非光合组织

9、中实验的结果,在光合组织叶中,干旱条件下 ABA2mRNA 水平呈周期性变化,但不影响 ABA 的合成,ZEP可能不是 ABA 合成的关键酶。NCED(9 一顺一环氧类胡萝卜素双加氧酶)在质体切割裂解9一顺新黄质和9一顺紫黄质形成黄质醛,是叶中ABA合成的关键调节酶,在光照期结束时 NCED 表达最强。对比之下,ZEP 表达在光照中期最大,说明影响ABA 合成的每个基因存在不同的调节系统,导致不同的昼夜节律。在玉米胎生突变体 VP14 中发现 VP14 基因产物有裂解新黄质的作用,分析 VP14 基因序列,发现其 与 种 细 菌 木 质 茋 酶 相 似。已 知 木 质 茋 酶 可 催 化 类

10、胡 萝 卜 素 裂 解(Koomneefctal,1998)。重组的 VP14 蛋自在氧气,亚铁离子,抗坏血酸及一定的去垢剂存在时,离体条件也可切割 9 一顺叶黄素,对玉米叶片的 Northemblotting表明,萎蔫时VP14基因诱导与ABA的增加一致,因而推测VP14编码的蛋自可能催化 9 一顺新黄质及 9 一顺紫黄质的裂解反应。NCED 在果实成熟、萎蔫、缺水等过程或条件下对 ABA 的合成起着关键的调节作用。萎蔫过程中 VP14 的表达与 ABA水平的升高成平行关系。NCED 基因是一多毯因家族 VP14、PaNCEDIPaNCEDZ 都是9 一顺环氧类胡萝卜素双氧酶家族中的成员(C

11、hemysctal,2000)。从鳄梨中提取二种与 NCED 相关的 cDNAs,玉米、大豆、拟南芥、番茄及鳄梨中 NCED 的氨基酸序列 60%同源(Burbidgeetal,1999)。Luchis 等(2000)从与就豆脱水反应有关的cDNA 中分离得到了一个 9 一顺环氧类胡萝卜素双加氧酶的同源 cDNA 片段,其编码的蛋自(uvNCED)用 GST 融合显示其能催化 9 一顺环氧类胡萝卜素裂解。用sGFP(合成的绿色荧光蛋自)融合试验发现vuNCED蛋白 N 一未端序列起到转运肽的作用,能将 uvNCED 转运至质体内。在鳄梨中分离得到了三个 NCED 同源 cDNA,即 PaNCE

12、DI、PaNCEDZ 和 PNaCED3,发现 NCED 组织特异性表达,PaNCEDI 和 PaNCED3能催化 9 一顺式紫黄质和 9一顺一新黄质转变为黄质醛,与果实成熟中 ABA 水平变化一致。PaNCEDI 在叶中高度表达,脱水能诱导其表达。PaNCED3 不能在叶片 表达。玉米 Vp14(ZmNCED1)也不能在日 片表达,只在胚乳和根高度表达。在 Pv14突变体胚乳的 ABA 水平低于野生型,但在正常(非胁迫)叶片中突变体和野生型的ABA含量却没有差异。这些结果表明在正常(非胁迫)叶片是NCED基因而不是Vp14基因影响 ABA 生物合成。同样,拟南芥有 9 种 NCED 基因,各

13、种基因表达有器官特异性。PaNCEDI 及 PaNCED3N 一末端具有转运肤,类似于玉米、火豆中的 NCED,能从细胞溶胶转运入质体起作用(ChemysnadZeevaart,2000)。目前的研究表明NCED 是在细胞溶胶内合成后在转运肽引导下进入质体,再催化叶绿醇的氧化裂解的。NCED蛋白与玉米黄质环氧化酶相似,具有不同的功能关键区如N 一末端转运肤区,可变区,催化反应的核心区等。保守区可能是底物与辅因子结合的区域。豆在干旱环境中编码ZEP 的 VuABAZ基因并不表达,但 VuDCEDI墓因却高度表达。在海棠根系中脂氧化酶(LOX)活性与ABA的积累一致,用LOX的专一抑制剂去甲愈创木

14、酸(MDGA)抑制 LOX 活性,结果发现胁迫诱导的ABA 被阻断(杨洪强等,2000)。NCEDDCED为 LOX 的同功酶或同类酶,同样裂解C40 类胡萝卜素。（3）、晚期反应阶段 由黄质醛生成 ABA 推测有三条途径:(l)通过醛氧化酶(AO)作用将 ABA 醛转变成ABA,在空气中很容易转化成 ABA。(2)AO 催化黄质醛氧化成黄质醛酸,然后在短链脱氢酶/还原酶(SDR,由 ABA2 基因编码作用下转变为 ABA。对拟南芥 aba3 突变体及大豆叶蛋自用丙酮稀释(l 倍),其沉淀物中证实黄质醛被醛氧化酶氧化形成黄质醛酸,黄质醛酸很容易在醛氧化酶作用下转变形成 ABA。因而 ABA 醛

15、可能是ABA 生物合成的最直接前体。上述两条途径受植物体在不同的发育阶段或不同器官而变化调节。(3)当 ABA 醛转变成 ABA 的途径受到影响时,ABA 醛先转变为 ABA醇,ABA 醇可在细胞色素 P 一 450 氧化酶作用下在氧的条件下氧化形成 ABA。在离体条件下,植物体内 ABA 合成的最后阶段可能经黄质醛、黄质醛酸,1,4一反式 ABA 二醇等中间产物步骤。其中,4-OH 氧化和 l,2,一环氧异构化形成 l 一OH 和 2,一烯等过程还有待研究。番茄突变体 fla 和 sit 由于缺乏醛氧化酶不能将 2H 一 ABA 醛和 2H 一 ABA 醇转化成顺式一 ABA。用柑橘外果皮无

16、细胞系实验证实紫黄质可裂解形成黄质醛,黄质醛在醇脱氢酶作用下形成不稳定的 4 一酮黄质酸,再转变成 ABA 醛、氧化形成 ABA。,一类胡萝卜素(胁迫及发育调控下在细胞溶胶内发生的反应)是 ABA 生物合成的两个直接前体物质。在植物体内黄质 醛”黄质酸*4,一酮-黄质酸、ABA。4一酮一黄质酸具有与 ABA 许多相似的理化性质,胁迫诱导产生的 4一酮一黄质酸在 12环氧发生异构化成 1一羟基。ABA 缺乏突变体积累 2 一反一 ABA。由 2 一顺一 ABA 醛,2 一顺一 ABA 醇*2 一顺一ABA(具生物活性),然而 2 一顺一 ABA 醛来白于 2 一反一 ABA 醇,由黄质醛转变为2

17、 一反一 ABA 醇的可能性小,只能是 由 2 一顺一黄质醛*2 一顺一 ABA 醛2 一顺一 ABA 醇*2 一反一 ABA,因而 2 一反一ABA 醇可能是 E,E-类胡萝卜素裂解或法呢基焦磷酸(FDP)代谢重新合成的。植物体存在法呢醇库用于类异戊二烯脂肪的生物合成。FDP 经过氧化还原反应转变成E,Z 一法呢基醇,去饱和作用生成 2,4,6 一脱氢一法呢基醇,通过环化、羚基化形成 2 一反一 ABA 醇。2 一反一 ABA 醇葡糖基化,水解和异构化后产生 2 一顺-ABA醇,最后氧化成 2 一顺一 ABA。S 一 ABA 主要来自 9,2 一 xanthhyll 裂解;XAN 代谢与 A

18、BA 生物合成可能不属于同过程。ABA 生物合成中间产物如 ABA 醇和 4一酮一黄质酸等与体内一些物质化合后所形成的聚合物称为 ABA 加合物(daduct),有 ABA 酮(如 ABA 醇毗喃葡萄糖普与多肤结合)和烯醇(如 4一酮-黄质酸与多肤结合)两种类型,它们不是由 ABA 或 ABA 醛转变而来。胁迫下加合物释放 ABA 到质外体中参与生理调控。目前认为 ABA 加合物是 ABA 的前体,因为在洋葱中,从加合物中释放的甲基 ABA(meABA)中标记的 3H 高度富集,而在游离的 ABA 中相对较少。但在番茄茎尖中,2H3 一 ABA 醛并不进人加合物,带有新合成的 ZH 的 ABA

19、 加合物可能是由于叶绿体中有高浓度的新合成的 ABA 交换进入加合体后形成的。ABA 加合物的结构及其转变成 ABA 的途径还有待研究确证。高等植物存在的AO催化叫吲哚乙醛氧化形成叫吲哚乙酸,影响ABA生物合成的后面阶段反应。AO 基因也是一多基因家族。在番茄中证实,AO 由两个 15OKD 的同源亚基组成,含有结合两个 Fe 一 S 的中心和一个辅助因子(MoCo)的位点,具有器官特异性。SDS 免疫分析,大麦根部的 AO 由 140KD 和 160KD 亚基组成,叶和种子为160KD 的单肤拟南芥 AO 至少有 4 个同源或异源二聚体,AOa(AAOl-AAo)l、AO 比AAOI 一 A

20、AO2)、AOY(AAO2 一 AAO2)和 AO6(AAO3 一 AAO3),它们在不同的组织或器官分布,具有不同的底物要求,依赖于相关基因的表达。AO6 在叶特异 ABA 合成中起作用。很多植物拟南芥、大麦、吞茄、烟草等证实存 ABA 合成的缺失突变体,如大麦 narZa、拟南芥 baa3、马铃薯 droopy、番茄 na、烟草 baal/kcrl 等突变 体。其中大部分是缺乏 ABA 醛氧化转变成 ABA 过程的酶系。AO 有广泛的底物特异性,不仅可催化ABA 一 dl 转化成 ABA,而且能催化AIA 一 dl 转化成 AIA,催化黄质醛氧化形成黄质醛酸。已知 AO、XDH、NR 及亚

21、硫酸氧化酶(50)都是依赖于钥辅因子酶,NR 和 50 需辅助因子双氧中心,而 AO 和 xDH 则需一单氧钼及一个硫(此反应是在辅助因子硫酸化酶作用下完成的)。AO、xDH 与 NR 的作用方式可能有所不同。AO 和 xDH 的氨基酸序列高度同源,必须在 MoCO 硫酸化后才具有活性。Sagi等(1999)在番茄fla突变体的离体茎及野生型番茄提取物中,存在XDH和AO蛋白,用 NaZS 硫酸化 MoCO 可以激活 XDH 朴 1AO。从拟 4Ij 芥中分离鉴定出两个等位的突变体 1055 一 1 和 1055 一 2(Xiongetal,2001)。遗传分析证实拟南芥 1055 基因是 b

22、aa3 的等位基因,编码钥辅因子硫酸化酶(MSCU)。MSCU 与类 Nisf 蛋自相比,N 末端高度相似,C 末端高度同源。类 Nisf 蛋白在体外可催化半胧氨酸去硫化形成酪氨酸和硫醚。由于 1505/baa 与其它生物体的 MSU 具有高度的同源性,Nif有硫化作川必需的半胱氨酸和PLP结合模式,所以MSCU在辅助因子硫化作用中起着关键性作用。干旱、盐、ABA 处理拟南芥突变体 1055 激活 1055 基因表达,ABA水平也同时上升。因此,loss/ABA3 可能是 ABA 合成、胁迫反应基因表达及胁迫毒害中关键性的调节因子,最近又分离获得了 baal 的等位基因 1056,其调控渗透胁

23、迫反应基因的表达,与玉米黄质的环氧化有关。用高渗培养法从拟南芥中分离得到两个突变体 sre 和 asfi,其缺乏短链脱氢酶/还原酶,进而发现了 4 个新的ABAZ 等位基因,它们的产物在 NAD 存在时催化新黄质转化成黄质醛,进一步证明了新黄质脱落醛ABA 的转化途径。二、ABA 受体的研究 自20世纪70年代以来,受体鉴定一直是ABA信号转导通路研究的重点和难点。有研究表明,ABA 受体可能定位于质膜或其它亚细胞结构,它能够识别并特异性结合ABA,进而激活下游信号通路并引发相应的生理反应(吴忠义等,1998;Finkelstein et al.,2002)。自 2006年 FCA 被报道为A

24、BA 受体以来(Razem et al.,2006),相继报道了 ABAR/CHLH、GCR2、GTG1/2 和 PYR/PYL/RCAR是 ABA的受体蛋白,为植物中 ABA 信号转导通路的阐明奠定了重要基础(Shen etal.,2006;Liu et al.,2007a;Ma et al.,2009;Pandeyet al.,2009;Park et al.,2009)。本文将重点介绍各个受体(FCA 除外)的研究情况。（1）ABAR/CHLH ABAR/CHLH 是定位于植物细胞质体/叶绿体的镁离子螯合酶 H 亚基。它不但可催化细胞叶绿素的合成,而且在应激条件下能够参与质体/叶绿体与细

25、胞核之间的信号反向传递(Walker and Willows,1997;Mochizuki et al.,2001)。2002年,张大鹏研究组首次从蚕豆(Vicia faba)叶片中分离纯化了(+)-ABA 特异性结合蛋白,暗示其具备 ABA 受体特征,并将其命名为 ABAR(Zhang et al.,2002)。随后,Shen 等(2006)的研究表明,拟南芥(Arabidopsis thaliana)的同源蛋白 ABAR/CHLH 同样能与(+)-ABA 特异性结合,且符合受体与配体结合的动力学特征;同时,根据相关转基因材料在种子萌发、幼苗生长和气孔运动等生理实验中的表型以及 ABA 信号

26、应答基因表达,推断 ABAR/CHLH 可作为受体蛋白正调控拟南芥 ABA 信号应答反应。但 Mller 和 Hansson(2009)的研究显示,大麦(Hordeum vulgare)中的 ABAR/CHLH 同源蛋白 XanF 不能与(+)-ABA 特异性结合,其突变体也未表现出 ABA 信号应答相关表型,故对 ABAR/CHLH 作为 ABA受体蛋白提出了质疑。作为回应,张大鹏研究组通过实验进一步证明了ABAR/CHLH 蛋白的C-端是与(+)-ABA 特异性结合的关键区,并在 ABA 信号应答过程中发挥着中心作用。同时,依据单子叶植物大麦 XanF 和水稻(Oryza sativa)C

27、HLH 都能与(+)-ABA 特异性结合并发挥生物学功能,推测 Mller 和Hansson得出上述结果的原因可能是XanF基因功能冗余亦或是实验操作不当(Wu et al.,2009;Shang et al.,2010;张大鹏,2011)。另外,Shang 等(2010)通过对 ABAR/CHLH 的深入研究,发现作为跨质体/叶绿体被膜蛋白,其C-端和N-端均暴露在细胞质中,这为定位于质体/叶绿体被膜的 ABAR/CHLH 受体蛋白识别和传递 ABA 信号提供了重要线索。可是,Tsuzuki 等(2011)根据放射性 ABA测定系统及相关突变体表型实验结果提出,ABAR/CHLH 能够介导

28、ABA 信号调控的气孔运动,但不是作为 ABA 受体,并推测镁螯合酶可能以整体形式参与调控气孔的运动。因此,ABAR/CHLH 是否作为受体蛋白参与 ABA 信号转导通路尚不能完全确定。我们仍然需要应用恰当的实验手段证实 ABAR/CHLH 是以受体蛋白形式识别和传递 ABA 信号,还是以调节因子形式参与 ABA 信号应答。（2）GCR2 Jeannette 等(1999)和 Pierce 等(2002)的研究表明,ABA 信号的识别可 能发生在细胞外,因而定位于细胞质膜的 G 蛋白耦联受体成为 ABA 受体的热门候选。马力耕研究组应用生物信息学、遗传学和生物化学等手段证明,具有 G 蛋白耦联

29、受体特征的 GCR2 蛋白能与(+)-ABA 特异性结合,调控拟南芥 ABA 信号应答反应,并以 GCR2 蛋白为受体构建了 ABA 信号转导通路模型(Liu et al.,2007a)。正常条件下,GCR2蛋白的C-端与G蛋白的亚基(G protein subunit,GPA1)相互作用形成复合体,ABA 与 GCR2 蛋白的特异性结合诱使 G 蛋白释放,G蛋白随后分离为 G和 G二聚体,并分别通过作用于其下游的效应因子调控ABA 的信号应答反应(Liu et al.,2007a)。但是,GCR2 蛋白行使 ABA 受体功能的报道很快就受到质疑。Johnston 等(2007)借助硅模型和生

30、物信息学分析指出,拟南芥中的GC-R2既不是跨膜蛋白,也不是G蛋白耦联受体,它只是细菌羊毛硫氨酸合成酶的同源蛋白。虽然马力耕研究组针对该观点给予了回应,并提出GCR2 可能是一种新型的 G 蛋白耦联受体(Liu et al.,2007b),但争论并未停止。Chen Jin-Gui 研究组通过一系列实验证明,GCR2 在拟南芥种子萌发及幼苗生长阶段不能参与调控ABA信号应答反应,并推测该蛋白可能是真核生物LanC超级家族中的新成员(Gao et al.,2007;Chenand Ellis,2008;Guo et al.,2008)。同时,Illing-worth 等(2008)利用傅立叶变换算

31、法解释了 GCR2 被误判为 G 蛋白耦联受体的可能原因。另外,Risk 等(2009)同样证明了 GCR2 不能与 ABA 特异性结合,尽管该实验中 GCR2 的分离纯化方式还需商榷。综上所述,GCR2 能否作为受体蛋白参与 ABA 信号应答反应还有待进一步证实。（3）GTG1/2 由 G、G和 G亚基组成的 G 蛋白协同 G 蛋白耦联受体及其下游效应因子在响应植物激素信号应答过程中发挥着重要作用(Assmann,2004;Jones and Ass-mann,2004)。2009 年,Assmann 研究组首次报道了 2 个具有 G 蛋白耦联受体特征的 G 蛋白,并认为它们可能以 G 蛋白

32、或 ABA 受体形式行使 ABA 信号识别和转导功能(Pandey et al.,2009)。Pandey 等(2009)首先通过生物信息学分析发现了 2个与人类 G 蛋白耦联受体 GPR89 序列高度同源且具有 9 次跨膜结构、GTP结合域和退化的 GTP 酶激活蛋白结合域的 GPCR 型 G 蛋白,分别命名为 GTG1 和GTG2。随后,他们利用生物化学和遗传学等技术手段证实了 GTG1/2 具备 G 蛋白的所有基本特征,并根据其能与(+)-ABA 特异性结合以及相关突变体表型实验,推断 GTG1/2 是 2 个定位于细胞质膜的 ABA 受体蛋白。在以 GTG1/2 为受体的 ABA 信号

33、转导通路模型中,GPA1-GTP 通过抑制 GTG1/2 蛋白酶活性促使 GTG-GTP维持在较高水平,进而降低 GTG-GDP 与 ABA 的结合几率。相反,GTGs-GDP 与 ABA的结合可导致构型变化进而启动 ABA 信号应答,但具体分子机制尚未阐明(Pandey et al.,2009)。除此之外,与该受体相关的研究还存在多个问题需要解决。例如,目前尚难以解释 gtg1gtg2 及 gp-a1 突变植株在气孔实验中的表型(Pandey et al.,2009);GTG1/2 的人类同源蛋白 GPR89 实际上是高尔基体中调控离子平衡的阴离子通道(Maeda et al.,2008);

34、化学计量法检测发现只有1%的 GTG1/2能与(+)-ABA结合等。GTG1/2作为 ABA 受体蛋白同样受到了质疑。Pennisi(2009)认为该蛋白只是ABA 信号转导通路中的调节因子之一,或是受 ABA 调控的阴离子通道。另外,关于 GTG1/2 与 ABA 的体外结合实验,Pan-dey 等(2009)认为由于 GTG1/2 具有跨膜蛋白的性质,使得该蛋白质的纯化、溶解及复性过程等存在较大困难。尽管 GTG1/2 是否可作为 ABA 的受体尚未有定论,但对该蛋白的深入研究极大地促进了 G 蛋白信号转导通路与 ABA 信号应答的相互联系的研究。而且近年来与 G 蛋白相关的结构生物学研究

35、可能会为阐明GTG1/2识别和传递ABA信号的分子机制奠定基础(Rasmussen et al.,2011)。（4）PYR/PYL/RCAR 上述几个 ABA 受体都受到了不同程度的质疑致使 ABA 受体的研究充满挑战性。2009 年,Grill 研究组以负调控 ABA 信号应答反应的蛋白磷酸酶 ABI2 为诱饵,应用酵母双杂交筛选法获得了一个 START 家族成员,命名为 RCAR1(Ma et al.,2009)。有趣的是,Culter 研究组同期报道了应用化学遗传学手段,以人工合成的种子萌发抑制剂 pyrabactin 作为 ABA 信号应答选择性激动剂筛选到了 ABA受体蛋白 PYR1

36、 的工作(Park etal.,2009)。实际上,RCAR1 与 PYR1 同属定位于细胞核和细胞质的 START 家族蛋白成员,只是命名方式不同。以此为基础,这两个研究组继续通过一系列生物化学和遗传学手段证实了RCAR1 和 PYR1 都能与ABA特异性结合,进而与蛋白磷酸酶PP2Cs相互作用,导致其磷酸酶活性受到抑制而影响 ABA 信号应答反应。因此,Ma 等(2009)和 Park 等(2009)推断RCAR1-ABI2 蛋白复合物或 PYR1 可能作为受体蛋白参与 ABA 信号应答。随后,PYR/PYL/RCAR 被报道为 ABA 受体蛋白同样受到了广泛关注,并最终得到了专 家们的认

37、可。Santiago 等(2009b)以蛋白磷酸酶 HAB1 为诱饵筛选到相互作用的蛋白 PYL5、PYL6 和 PYL8,并重点阐明了 PYL5 作为受体蛋白介导 ABA 信号应答的分子机制。Nishimura 等(2010)以带 YFP 标签的蛋白磷酸酶 ABI1 为诱饵,利用亲和纯化和质谱鉴定等方法鉴定到PYR/PYL/RCAR家族中的9个成员,其中包括已被报道的 ABA 受体 RCAR1 和 PYR1。更关键的是,生物化学和结构生物学研究充分证实,PYR/PYL/RCAR 是单独作为受体蛋白参与 ABA 信号识别的,并生动展示了ABA、PYR/PYL/RCAR受体蛋白与蛋白磷酸酶PP2

38、Cs相互作用的分子机制,这为阐明受体蛋白识别和传递 ABA 信号的过程提供了重要的理论依据(Melcher et al.,2009;Miyazono et al.,2009;Nishi-mura et al.,2009;Santiago et al.,2009a;Yin et al.,2009)。另 外,这 一 重 要 成 果(PYR/PYL/RCAR 受体蛋白的鉴定及结构解析)被评为 2009 年十大科学进展。PYR/PYL/RCAR 家族共有14 个成员,其中 13 个成员(PYL13 除外)的序列和结构具有高度保守性,且都能与 ABA 相结合并抑制蛋白磷酸酶 PP2Cs 的活性,发挥AB

39、A 受体功能(Yuan et al.,2010)。针对各成员间响应 ABA 信号功能不明晰的现状,颜宁研究组对已克隆的 10 个 PYR/PYL/RCAR 受体蛋白(PYL7、PYL11 和PYL12除外)进行了系统生化分析,发现有部分受体蛋白无论ABA存在与否都能与蛋白磷酸酶 PP2Cs 相互作用并抑制其活性(Hao et al.,2011)。随后,Hao 等(2011)应用生物化学和结构生物学手段分析了受体蛋白 PYL10不依赖ABA抑制蛋白磷酸酶 PP2Cs 的分子机制,为深入探讨 PYR/PYL/RCAR 受体蛋白调控的 ABA信号转导通路以及该家族受体蛋白的分类提供了结构和功能依据。

40、总的来说,PYR/PYL/RCAR的筛选和鉴定无疑是ABA受体研究中的重大突破,它合理地诠释了之前未能完全解释的实验现象。例如,(-)-ABA 的生物学活性;ABA 受体的功能冗余性;蛋白磷酸酶突变体abi1和abi2对ABA的不敏感现象(Hu-ang et al.,2007;Klingler et al.,2010)。这一重大突破有力地推动了植物 ABA 信号转导通路的阐明。三、ABA 信号转导通路模型的构建 近年来,随着遗传学、生物化学、细胞生物学和生物信息学等手段的广泛应用,大量参与 ABA 信号转导功能的组分得到鉴定,主要包括 ABA 受体蛋白、G 蛋白、G 蛋白耦联受体、蛋白磷酸酶、

41、蛋白激酶、E3 泛素连接酶、钙离子结合蛋白、RNA 结合蛋白、磷酸、活性氧、MicroRNA以及各类转录因子(Finkelstein et al.,2002;Himmelbach et al.,2003;Xie et al.,2005;Kuhn et al.,2008;Rushton et al.,2011)。这充分反映出植物中 ABA 信号转导通路的复杂性,以及 ABA 信号调控在植物生长发育及响应外界应激过程中的重要性。因而,植物中 ABA 信号转导通路的阐明对全面了解植物的生长和发育特性意义深远。（1）以 ABAR/CHLH 为受体的 ABA 信号转导通路 从受体蛋白的信号识别与传递到生

42、物体呈现的生理生化应答反应,始终是信号转导研究需要阐明的中心问题。张大鹏研究组凭借对植物 ABA 信号转导通路多年来的研究积累,以 ABAR/CHLH 为受体,构建了从 ABA 信号原初识别及传递,到植物体生理反应发生的 ABA 信号转导通路模型(Shang et al.,2010)。该模型中,结合 ABA 的 ABAR/CHLH 刺激转录因子 WRKY-40 从细胞核向细胞质转移,并促进ABAR/CHLH 与 WRKY40 两者间的相互作用,进而阻遏 WRKY40 的表达,导致WRKY40对 ABA信号应答因子(如 ABI5、ABI4、ABF4和 MYB2)转录抑制的解除,最终实现植物体的A

43、BA信号应答反应(Shang et al.,2010;张大鹏,2011)。Shen等(2006)以拟南芥为材料进行生理实验时发现,ABAR/CHLH超表达植株在种子萌发、幼苗生长和气孔运动方面对ABA 信号表现出高度敏感,而 abar/chlh 相关突变体以及RNAi干扰植株的ABA信号应答反应正好相反,符合ABAR/CHLH作为受体蛋白介导 ABA 信号应答的结论。另外,ABA 负调控功能组分 WRKY40 的相关突变体也表现出对 ABA 高度敏感(Shang et al.,2010)。但是,Chen 等(2010)的研究表明,wrky40 突变体的 ABA 信号应答因子 ABI5 和 DR

44、EB2A 的转录水平以及生理表型均没有表现出ABA信号应答特征。目前,已有证据表明转录因子ABI3、ABI4 和 ABI5 可调控与种子发育相关蛋白(如 SSP (seed storageprotein)和LEA(late embryogenesis abundant)基因的表达,进而控制种子的休眠或萌发(Holdsworth etal.,2008;Reeves et al.,2011)。在侧根发育过程中,转录因子 ABI4 通过抑制生长素输出载体 PIN1 的表达制约生长素的极性运输,生长 素水 平 的下降 最 终 阻 碍了 侧 根 的 生 长 发育(Shkolnik-Inbar and B

45、ar-Zvi,2010)。最近,张大鹏研究组发现了一个催化脂肪酸-氧化的 3-酮脂酰辅酶 A 硫解酶 KAT2,该酶能够正向调控 ABA 信号的应答反应,包括种子萌 发、幼苗生长和气孔运动,并推测其作用机理可能是调节植物细胞中活性氧的动态平衡。而且,相关实验数据表明,KAT2作用于转录因子WRKY40的下游,说明其主要参与 ABAR/CHLH 介导的 ABA 信号转导通路(Jiang etal.,2011)。尽管如此,以ABAR/CHLH为受体的ABA信号转导通路模型目前还不够成熟,仍有许多问题亟待解决。例如,ABAR/CHLH 受体蛋白如何识别并传递 ABA 信号;转录因子WRKY40被转移

46、和抑制的作用机制;ABAR/CHLH下游调节因子的筛选与鉴定(Sh-ang et al.,2010;张大鹏,2011)等。（2）以 PYR/PYL/RCAR 为受体的 ABA 信号转导通路 PYR/PYL/RCAR 受体蛋白的鉴定是 ABA 受体研究的一个阶段性成果。通过对受体蛋白 PYR/PYL/RCAR、蛋白磷酸酶 PP2Cs、蛋白磷酸激酶 SnRK2s 以及相关转录因子的系统和深入研究,初步构建了以PYR/PYL/RCAR为受体的ABA信号转导通路模型(Fujii etal.,2009;Melcher et al.,2009;Miyazono et al.,2009;Nishimura

47、et al.,2009;Park et al.,2009;Santiago et al.,2009a;Umezawa et al.,2009;Vladet al.,2009;Yin et al.,2009)。不存在ABA的条件下,以二聚体形式存在的PYR/PYL/RCAR受体蛋白不能与蛋白磷酸酶 PP2Cs 相互作用,PP2Cs 处于高活性状态并抑制其下游功能组分 SnRK2s 的活性,植物体保持正常的生长趋势;存在 ABA 的条件下,细胞中的 ABA 与受体蛋白 PYR/PYL/RCAR 结合,促使其构型发生变化,形成能与 PP2Cs 相互作用的单体结构。结合了 ABA 的 PYR/PYL/

48、RCAR 与 PP2Cs 相互作用能够完全掩盖 PP2Cs的磷酸酶活性位点,进而使 SnRK2s 的自我磷酸化与蛋白磷酸化活性得到释放。处于激活状态的 SnRK2s 一方面通过蛋白磷酸化作用激活下游转录因子ABA-responsive Element Binding Pro-teins/ABA-responsive Element Binding Factors(AREBs/ABFs),如 AREB1/ABF2、AREB2/ABF4 和 ABF3,正向调控 ABA 信号应答基因的表达(Fujita etal.,2009;Sirichandra et al.,2010;Yoshida et al

49、.,2010);另一方面直接作用于相关膜蛋白,如 阴 离 子 通 道Slow Anion Channel 1 (SLAC1)和 钾 离 子 通 道Inward-rectifying Potassium ion Channel (KAT1)。SLAC1 的激活促使胞内阴离子释放,进而导致 pH 值升高和质膜去极化,并随后激活外向钾离子通道。同时,内向钾离子通道 KAT1 经磷酸化作用受到抑制,协同促进胞内离子和 水分的流失,最终诱导气孔关闭(Geiger et al.,2009;Lee et al.,2009;Sato et al.,2009)。此外,SnRK2s 还可作用于定位于质膜的NADP

50、H 氧化酶 AtrbohF,催化胞外活性氧产生,进而促使气孔关闭(Sirichandra et al.,2009)。活性氧水平的提高,可反作用于 PP2Cs,进一步增强 SnRK2s 的酶活性,形成正反馈循环模式。继阐明 PYR/PYL/RCAR 识别 ABA信号并抑制 PP2Cs 酶活性的分子作用机理之后,颜宁研究组根据 SnRK2.6 激酶域的结构分析,揭示了蛋白磷酸酶ABI1识别并抑制蛋白激酶SnRK2.6的分子机制,这为理解 ABA 信号下游通路提供了重要线索(Xie et al.,2012)。与此同时,徐华强研究组报道了 ABA 信号通路下游功能组分 SnRK2s 与 PP2Cs 的